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Complexe Pt (II) de base de Schiff dérivé de la L-phénylalanine et du furfural en présence de 8-hydroxyquinoléine: analyse structurale, composition du complexe et activité biologique

Comptes Rendus. Chimie, 2020, 23, no. 2, p. 127-142

Özlen Altun ; Melike Özge Koçer

(traduction post-éditée par N. Bacaër, suggestions d'amélioration : nicolas.bacaer@ird.fr)

Résumé

Dans la présente étude, nous avons synthétisé une base de Schiff (L1) dérivée de la L-phénylalanine avec du furfural et de son complexe Pt (II) ([Pt (L1)(L2)]: [Pt (N- (furfuralidène) phénylalanine) (8-hydroxyquinoléine)]) en présence de 8-hydroxyquinoléine (L2). Les structures chimiques de la base de Schiff synthétisée et du complexe Pt (II) ont été caractérisées par spectroscopie ESI-MS, UV-visible, FT-IR, RMN 1H, RMN 13C et poudre-XRD. Les morphologies de surface et la composition élémentaire ont été déterminées par SEM et EDX. L'analyse thermique a été réalisée avec TG-DTA. Le rapport molaire des méthodes Meyer et Job a été utilisé pour la composition des complexes. Selon ces méthodes, le rapport [Pt2+] : [L1+L2] a été trouvé à 1: 1. De plus, les activités antimicrobiennes de L1 et du complexe ont montré que les composés ont des propriétés antibactériennes et antifongiques significatives. Ils montrent également des effets cytotoxiques importants contre la croissance des fibroblastes d'embryons de souris (MEF) et des cellules cancéreuses de l'adénocarcinome de la prostate humaine (Du145). L1, L2 et le complexe Pt (II) ont également montré une activité antioxydante efficace.

1. Introduction

Les bases de Schiff sont une classe importante de ligands qui aident à élucider les mécanismes de diverses réactions dans les systèmes biologiques et chimiques en raison de la présence d'un groupe imine dans leurs structures. Les bases de Schiff ont un rôle important dans la chimie de coordination car elles forment facilement des complexes stables avec la plupart des ions de métaux de transition. Les bases de Schiff contenant des atomes donneurs d'azote et d'oxygène peuvent être obtenues par condensation de divers aldéhydes et amines. En raison de leurs propriétés structurelles et fonctionnelles, les bases de Schiff dérivées d'aldéhydes et d'acides aminés avec des ions de métaux de transition ont diverses applications dans les domaines chimique, biologique et médical [1, 2, 3, 4, 5]. Ces composés ont également des activités antimicrobiennes et antifongiques contre certaines bactéries et souches fongiques respectivement [6, 7, 8, 9].

Les complexes métalliques de bases de Schiff dérivés d'acides aminés jouent un rôle important dans l'étude des propriétés de liaison à l'ADN et à l'albumine sérique bovine (BSA). Les complexes métalliques de liaison à l'ADN ont été largement étudiés en tant que médicaments anticancéreux potentiels, transfert d'électrons dépendant de l'ADN, sondes structurelles et conformationnelles de l'ADN [10]. Outre l'ADN, de nombreuses autres protéines telles que les albumines sériques, qui sont les protéines les plus abondantes dans le sang, sont également très importantes dans l'accumulation et le transport de diverses molécules médicamenteuses [11]. La BSA est généralement choisie comme protéine cible en raison de son faible coût et de sa similitude avec l'albumine sérique humaine (HSA) [12]. Auparavant, les propriétés de liaison à l'ADN et à la BSA des complexes de base de Schiff à base de métal ont été étudiées par les groupes de Wei [13, 14, 15] et Guo [16, 17, 18]. Par exemple, deux complexes hexacoordonnés de nickel (II) octaédriques [14] de bases de Schiff dérivés d'o-vanilline / salicylaldéhyde avec de la glutamine et un complexe de Ni (II) [15] de la base de Schiff d'o-vanilline et de l-méthionine en présence de 1,10-phénanthroline ont été synthétisés et caractérisés. Les propriétés de liaison à l'ADN des complexes de Ni (II) et les interactions des complexes de nickel (II) avec la BSA ont été étudiées en utilisant une analyse spectroscopique. Dans une autre étude, des complexes de vanadium de bases Schiff dérivées de l' o -vanilline / L-valine [17] et de la L-sérine / 2-hydroxy-1-naphtaldéhyde en présence de 1,10-phénanthroline [18] ont été synthétisés et la liaison propriétés étudiées. Les résultats ont montré que les complexes peuvent s'intercaler dans l'ADN du thymus de veau (ADN-CT) et éteindre la fluorescence intrinsèque de la BSA dans un processus d'extinction statique et provoquer des changements conformationnels de la BSA en se liant à la BSA.

Il existe de nombreuses méthodes qui caractérisent les bases de Schiff dérivées d'acides aminés et d'aldéhydes en présence de divers métaux [19, 20, 21, 22, 23]. Les complexes Pt (II) se sont avérés agir comme catalyseurs homogènes actifs dans les réactions d'hydrogénation [24], l'hydrolyse oxydante [25, 26] des oléfines et l'activation des alcanes [27]. Puisque les ions platine ont la capacité de former des complexes, ils se lient aux acides aminés. Bien qu'il existe de nombreux rapports de complexes de métaux de transition de bases de Schiff dérivés d'acides aminés, les informations sur les dérivés de platine (II) correspondants sont encore limitées [28]. Pour ces raisons, dans cette étude, un complexe Pt (II) [Pt (L1) (L2)] a été synthétisé à l'aide d'une base de Schiff (L1) dérivée de la L-phénylalanine avec du furfuraldéhyde en présence de 8-hydroxyquinoléine. La structure du complexe a été étudiée par spectrométrie de masse à ionisation Electrospray (ESI-MS), spectroscopie UV-visible, spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR), résonance magnétique nucléaire 1 H (RMN), RMN 13C, poudre-X- diffraction des rayons (XRD), microscopie électronique à balayage (MEB), analyse aux rayons X à dispersion d'énergie (EDX) et analyse thermique thermogravimétrique et différentielle (TG-DTA). À la suite d'analyses physico-chimiques, spectrales et thermiques, il a été constaté qu'une molécule de L1et une molécule de L2 réagit avec un ion Pt2+. La base de Schiff et le complexe ont été examinés pour les activités antibactériennes contre Escherichia coli ATCC 25922, Salmonella thyphimirium ATCC 14028, Listeria monocytogenes ATCC19115, Gram positif Staphylococcus aureus ATCC 25923, Bacillus cereus ATTCC 11778 et l'activité antifongique contre Candida albicans ATCC 1023. Ces résultats sont comparés. avec l'antibiotique ampicilline et l'amphotéricine antifongique B.La base de Schiff et le complexe Pt (II) ont également été étudiés pour leur activité cytotoxique contre les fibroblastes d'embryons de souris (MEF ATCC ®SCRC-1008 ™) et l' adénocarcinome de la prostate humaine (DU145 ATCC ® cellules HTB-81 ™). De plus, les activités antioxydantes ont été déterminées pour la base et le complexe de Schiff obtenus.

Schéma 1. La synthèse de la base de Schiff (L1).

2. Experimental section

2.1. Matériaux

L-phénylalanine, le furfural, la 8-hydroxyquinoléine, le méthanol, n - heptane, et K 2 PtCl 4 ont été achetés chez Sigma, Aldrich, et Merck et utilisé tel que fourni.

2.2. Mesures physiques

L'analyse élémentaire pour C, H, N et O a été réalisée avec un analyseur d'élément Costech ECS 4010 CHNSO et un analyseur d'élément ICP-MS 7700X (Agilent) a été utilisé pour Pt. Les mesures de conductivité ont été effectuées avec un Inolab Thermal 740P dans du diméthylformamide (DMF). Les moments magnétiques ont été déterminés par une balance de susceptibilité magnétique scientifique MK-1 Sherwood. ESI-MS a été réalisée sur un triple quadripôle Agilent 6400. Les spectres UV – visibles ont été mesurés avec un spectrophotomètre Shimadzu UV-1700 Pharma dans la gamme de longueurs d'onde de 200 à 800 nm. Les spectres FT-IR ont été enregistrés en mode transmission par un spectromètre Shimadzu FT-IR-470 dans la plage de nombres d'onde de 4000 à 400 cm -1 . KBr a été utilisé comme matériau de matrice pour les pastilles. Les spectres RMN 1 H et 13C ont été réalisés en D2 O pour la base de Schiff et CD 3 OD pour le complexe sur un spectromètre Bruker, DPX-400. Un Shimadzu XRD-6000 a été utilisé pour l'analyse XRD. L'analyse SEM a été réalisée avec un microscope électronique à balayage, modèle ZEIS LEVO LS 10. L'EDX a été réalisé sur un analyseur EVO LS 10. Les courbes TG-DTA ont été enregistrées avec un analyseur thermique Seiko Exstar TG-DTA 6200 avec une vitesse de chauffage de 10? ° C·min -1 dans l'atmosphère statique d'air sec à une plage de température de 25 à 1200 ° C. Creusets en? platine de Des échantillons de 5 à 10 mg ont été utilisés dans l'analyse.

2.3. Synthèse de la base de Schiff (L1)

Le mélange réactionnel, comprenant une solution méthanolique (20 ml) de furfural (1 mmol, 0,08 ml) et une solution de L-phénylalanine (1 mmol, 0,20 g) dans du méthanol (20 ml) ont été chauffés au reflux pendant 3 h à 70? ° C Ensuite, le solvant a été éliminé par évaporation. Les cristaux jaunes obtenus ont été recristallisés dans l'eau. La réaction est donnée dans le schéma 1 . L1(C 14 H 13 O 3 N): Rendement (%): 88. Couleur: Jaune. MP ( ° C): 225. Analyse élémentaire (%): calculée: C 69,13, H 5,35, O 19,75, N: 5,76; Trouvé: C 69,08, H 5,30, O 19,69, N: 5,70. ESI-MS ( m / z ): calculé. pour L1[M + H] + : 244. Trouvé: 243.
Schéma 2. La réaction possible du complexe Pt (II) avec L1et L2.

2.4. Synthèse du complexe Pt (II) en présence de L1et L 2

La L-phénylalanine (1 mmol, 0,16 g) a été dissoute dans 20 ml de methanol contenant NaOH (2 mmol, 0,08 g) et agitée magnétiquement à température ambiante. Ensuite, 0,08 ml de furfural (1 mmol), du K 2 PtCl 4 solide (1 mmol, 0,10 g) et de la 8-hydroxyquinoléine (1 mmol, 0,14 g) dans 10 ml de methanol ont été ajoutés à la solution et le mélange a été agité magnétiquement pendant 3 heures à température ambiante. Le volume de la solution a été réduit de 75% par évaporation. Le solide brun obtenu a été recristallisé dans du methanol. [Pt (L1) (L2)] ([Pt (C 14 H 12 O 3 N) (C 9 H 6 ON)]): Rendement (%): 82. Couleur: Marron. MP ( ° C): 195. Analyse élémentaire (%): calculée: C 47,49, H 3,09, O 11,01, N 4,82, Pt: 32,56; Trouvé: C 47,44, H 3,06, 0 10,98, N 4,79, Pt: 33,57. Moment magnétique ( µ eff, BM): 0,00, diamagnétique. Conductivité ( O -1 cm 2 mol -1 ): 27,5, ESI-MS ( m / z ): Calcd. pour [[Pt (L1) (L2)] [M + H] +: 582.09. Trouvé: 581,08. En conséquence, la réaction suivante a été déterminée:

2.5. Activité anti-microbienne

Étant donné que les propriétés antimicrobiennes de L2ont été rapportées dans des études antérieures [29, 30, 31, 32], dans cette étude, les activités antimicrobiennes du complexe L1et Pt (II) synthétisé ont été évaluées en utilisant la méthode de micro-dilution en bouillon et la méthode clinique et procédures du Laboratoire de normalisation (CLSI) [33, 34, 35, 36, 37, 38]. Les valeurs de concentration minimale inhibitrice (CMI) pour chaque composé ont été déterminées contre trois bactéries gram-négatives ( Escherichia coli ATCC 25922, Salmonella typhimuriumATCC 14028 et Listeria monocytogenes ATCC19115); deux bactéries à Gram positif ( Staphylococcus aureus ATCC 25923 et Bacillus cereus ATTCC 11778); et des souches fongiques ( Candida albicans ATCC 1023). La zone de la zone d'inhibition a été mesurée en utilisant respectivement l'ampicilline et l'amphotéricine B (contrôle positif) pour les souches bactériennes et fongiques. Les concentrations des composés testés ont été préparées dans la plage de 200 à 6,25 µ g / mL. Le diméthylsulfoxyde (DMSO), qui n'a aucune activité, a été utilisé comme contrôle négatif. Les micro-organismes ont été ensemencés dans une microplaque stérile à 96 puits. La microplaque a ensuite été incubée pour la croissance des organismes d'essai pendant 24 h à 37? °L'absorbance a été mesurée sur un spectrophotomètre lecteur de microplaques Thermo Multiscan GO à 600 nm. Le changement de couleur a été déterminé visuellement. Tout changement de couleur du violet au rose a été considéré comme positif. La concentration la plus basse avec un changement de couleur a été enregistrée comme valeur MIC. Toutes les expériences ont été répétées quatre fois.

2.6. Activité cytotoxique

La thérapie anticancéreuse est généralement utilisée avec des composés chimiothérapeutiques qui favorisent la destruction des tumeurs sensibles et présentent une activité cytotoxique contre la prolifération cellulaire [104, 105]. La viabilité cellulaire a été évaluée avec la méthode MTT [39, 40, 41, 42]. Le test MTT est un test de viabilité cellulaire bien documenté pour l'activité cytotoxique qui a été testé pour la première fois par Mosmann [43]. Le test MTT peut être appliqué à n'importe quelle cellule cancéreuse car le MTT peut être métabolisé par toutes les cellules vivantes. Dans cette analyse, les cellules ont été cultivées dans du milieu Eagle modifié de Dulbecco supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal, 1% de L-glutamine, 5% de pénicilline-streptomycine inactivée par la chaleur (100 UI / ml) et conservées dans un incubateur à 5% de CO 2 à 37? ° C. Des cellules humaines saines (MEF, ATCC ® SCRC-1008 ™) et des cellules cancéreuses d'adénocarcinome prostatique humain (Du145, ATCC ® HTB-81 ™) ont été transférées dans une microplaque stérile à 96 puits à l'aide d'un milieu de culture (densité d'environ 7500 cellules / puits en 200 µL) pendant 24 h. La viabilité cellulaire a été déterminée avec un colorant bleu trypan en utilisant un hémocytomètre et une viabilité à 95% a été confirmée. Pour la fixation des cellules, la microplaque a été incubée dans un incubateur à 5% de dioxyde de carbone pendant 24 h à 37? ° C.Après 24 h, le complexe Pt (II) synthétisé à la concentration de 25, 50,100, 200, 400 et 800 µM était ajouté aux puits et à nouveau maintenu en incubation pendant 24 h. Ensuite, 20 µL / 200 µL par puits de 5 mg / mL de solution de MTT (bromure de 3- (4,5-diméthyl-thiazol-2-yl) -2,5-diphényltétrazolium) ont été ajoutés et incubés à 37? ° C pendant 4 h supplémentaires. Le bleu de formazan formé dans les cellules a été dissous dans du DMF (200 µL / puits). La densité optique (DO) a été mesurée sur un spectrophotomètre lecteur de microplaques Thermo Multiscan GO à 490 nm. La valeur d'absorbance mesurée pour chaque concentration du complexe Pt (II) a été comparée au témoin traité au DMF. Les valeurs IC 50 ont été évaluées. Toutes les expériences ont été effectuées six fois. Le pourcentage d'inhibition de croissance a été calculé avec la formule suivante [44]: (1)

2.7. Activité antioxydante

Le test de piégeage des radicaux DPPH (2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl) stable est une méthode largement utilisée pour évaluer les activités antioxydantes, car il s'agit d'une méthode simple et rapide par rapport aux autres [45, 46, 47, 48, 49, 50]. Différentes concentrations des ligands libres et du complexe Pt (II) ont été dissoutes par dilution en série dans du méthanol pour atteindre des concentrations finales allant de 1 à 5 µg / mL. Les solutions préparées ont été ajoutées à une microplaque stérile à 96 puits. Le BHT (2,6-di-tert-butyl-4-méthylphénol) a été utilisé à une concentration de 1 à 5 µg / mL dans le méthanol comme contrôle positif. Le méthanol a été choisi pour les blancs. Après 1 h d'incubation dans l'obscurité, l'absorbance (A) a été enregistrée contre un blanc à 517 nm sur un lecteur de plaque Tecan-PC infinite M200 Pro et les valeurs IC 50 (inhibition à 50% de la couleur DPPH) ont été calculées. Les expériences ont été dupliquées. Le pourcentage d'inhibition de la DPPH (% d'activité antioxydante) a été calculé à l'aide de la formule suivante: (2) où est l'absorbance du blanc et un échantillon est l'absorbance de l'échantillon.
Figure 1. Spectre ESI-MS de L1.

3. Résultats et discussion

L'analyse élémentaire pour C, H, N et O est conforme à la formule générale proposée de L1et du complexe Pt (II). Afin de déterminer la conductivité molaire, le complexe a été dissous dans du DMF 10 -3 M à 25? ° C. La conductivité molaire ? du complexe a été calculée à l'aide de la formule suivante: (3) où K est la conductivité mesurée (conductance spécifique) et C est la concentration molaire de la solution complexe. La valeur de conductivité molaire pour ce complexe était . Par conséquent, ce complexe peut être considéré comme un non électrolyte [51, 52]. Le moment magnétique du complexe a été déterminé comme étant µ eff = 0,00 BM: le complexe est diamagnétique, à faible spin et à géométrie carrée. Dans l'ESI-MS de L1(figure 1 ), le pic à m / z = 244 (trouvé: 243) correspond à [M + H] + de L1et prend en charge la structure suggérée dans le schéma 1 . Le spectre ESI-MS du complexe (figure 2 ) montre un modèle moléculaire avec une intensité maximale à m / z = 582,09 (trouvé: 581,08) qui est compatible avec [M + H] + pour la structure présentée dans le schéma 2 . Le spectre montre également des pics isotopiques à m / z 338, 339 et 340 correspondant au cation moléculaire, résultant de l'élimination de L1molécule de l'ion parent.
Figure 2. Spectre ESI-MS du complexe Pt (II).
Les spectres UV-visible de L1, L2et leur complexe Pt (II) (figure 3 ) dans CHCl 3 ont montré des bandes d'absorption comprises entre 200 nm et 800 nm. Alors que le spectre électronique de L1contient trois bandes, L2a deux bandes dans la région UV. Les premières bandes pour L1à 249 nm et pour L2à 225 nm sont affectées aux transitions p - p * et n– p * (–C = N, –C = O). Les deuxièmes bandes de L1et L2à 305 et 275 nm, respectivement, et la troisième bande de L1à 404 nm peuvent être attribués aux électrons de longue paire d'atomes d'azote et d'oxygène. Ces valeurs sont décalées vers des valeurs plus élevées dans le spectre UV-visible du complexe. Le complexe présente trois bandes d'absorption à 252, 354 et 416 nm qui sont attribuées respectivement aux transitions 1 A 1g ? 1 E g, 1 A 1g ? 1 B 1g et 1 A 1g ? 1 A 2g . En conséquence, les transitions observées sont cohérentes avec la géométrie plan-carré à faible spin [53, 54, 55, 56,57, 58, 59].
Figure 3. UV – Spectre visible de L1, L2et du complexe Pt (II).
Les spectres FT-IR des ligands libres et leur complexe Pt (II) sont détaillés dans le tableau 1 . Dans le spectre FT-IR du complexe, les vibrations symétriques et asymétriques du groupe –COO ne sont pas observées car les bases de Schiff dérivées d'acides aminés ne sont pas sous la forme de leurs sels. Mais les bandes caractéristiques à 1597 et 1454 cm -1 qui peuvent être provoquées respectivement par les vibrations d'étirement symétrique ? (COO) et asymétrique ? (COO) du groupe carboxylate coordonné [60, 61, 62, 63, 64, 65, 66, 67]. Cette affectation est basée sur le fait que la bande d'étirement ? (COO) non ionisée et non coordonnée se produit généralement autour de 1750–1700 cm -1, tandis que l' étirement ionisé et coordonné de ? (COO) apparaît autour de 1600–1400 cm -1 ., dans le spectre FT-IR de L1, les bandes caractéristiques à 1635 et 1548 cm -1 sont attribuées aux vibrations d'étirement ? (C = N) et ? (C = C). Ces bandes sont décalées à 1643 et 1502 cm -1 dans le complexe, ce qui indique que l'azote imino et l'oxygène phénolique de la base de Schiff sont coordonnés à l'ion Pt (II). La large bande d'étirement OH dans les 3200–3100 cm -1la région pour L2est absente du spectre du complexe. Une caractéristique importante des spectres FT-IR des complexes métalliques en présence de L2est l'absence de bande ~ 3440 cm -1 due à la vibration d'étirement OH du groupe OH libre dans L2. Cette observation conduit à la conclusion que la formation du complexe a lieu par déprotonation du groupe hydroxyle du groupement L2. De plus, la vibration d'étirement de l'azométhine, qui apparaît à 1630 cm -1 dans L 2, est décalée vers une fréquence plus basse dans le complexe, ce qui indique une coordination par le donneur d'azote ternaire de L2 [61]. La coordination à travers l'atome d'azote en groupes ? (C – N) et ? (C = N) est soutenue par l'apparition de nouvelles bandes à 598 cm -1 dans le spectre du complexe qui peut être lié au ? (Pt– N) vibration et une nouvelle bande de faible intensité observée à 698 cm -1 qui peut être attribuée à la vibration ? (Pt – O) [63].
Table 1. Bandes FT-IR caractéristiques (cm -1 ) des ligands libres et du complexe Pt (II)
Spectres RMN 1 H (300 MHz, D 2 O pour la base de Schiff et CD 3 OD pour le complexe) (Tableau 2 ) et RMN 13C (75 MHz, D 2 O pour la base de Schiff et CD 3 OD pour le complexe) (Tableau 3 ) des ligands libres et leur complexe Pt (II) ont été enregistrés pour vérifier la liaison de la base de Schiff et des molécules de 8-hydroxyquinoléine à l' ion Pt2+. Pour la base Schiff, la caractéristique 1Le signal de RMN H à 9,2 ppm est attribué au proton COOH. Le pic à 7,7 ppm est attribué au proton HC = N. Les multiplets de l'ordre de 6,5 à 7,4 ppm sont attribués aux protons aromatiques et furaniques. Les deux signaux à 3,8 et 2,7 ppm sont attribués aux protons d'hydrogène aliphatique (-CH et -CH 2, respectivement) du groupement L-phénylalanine. Pour la 8-hydroxyquinoléine [68, 69], le signal RMN 1 H caractéristique à 9,7 ppm est attribué au proton OH. Les six autres protons du cycle quinoléine apparaissent sous forme de multiplets entre 6,7 ppm et 8,9 ppm. Dans le spectre RMN 1 H du complexe, les pics –OH et –COOH sont absents et de petits déplacements sont observés dans les autres positions des pics. Selon le tableau 4, le spectre RMN 13C de L1a des signaux à d : 152 (s, C 1 ), 126 (s, C 2 ), 114 (s, C 3 ), 150 (s, C 4 ), 181 (s, C 5 ), 53 (s, C 6 ), 176 (s, C 7 ), 34 (s, C 8 ), 138 (s, C 9 ), 132 (s, C 10 et s, C 14 ), 134 (s, C 11 et s, C 13 ) et 130 ppm (s, C 12 ), alors que le spectre RMN 13C de L2montre des signaux à d : 150 (s, C 1), 122 (s, C 2 ), 136 (s, C 3 ), 118 (s, C 4 ), 127 (s, C 5 ), 122 (s, C 6 ), 153 (s, C 7 ), 139 (s, C 8 ) et 127 ppm (s, C 9 ). Les données RMN 1 H et 13C indiquent que le complexe a été déplacé par rapport à L1et L2 [70].
Table 2. Déplacements chimiques RMN 1 H (?? / ppm) des ligands libres et du complexe Pt (II)
Table 3. Déplacements chimiques RMN 13C (?? / ppm) des ligands libres et du complexe Pt (II)
Table 4. Données d'analyse XRD du complexe Pt (II)
Table 5. Données d'analyse thermique du complexe Pt (II)
(4) où est la taille des particules du cristal, K est une constante, qui vaut 0,94 pour la grille de Cu, ?? est la longueur d'onde des rayons X (1,5406 A), ? est l'angle de diffraction de Bragg; et ?? est le FWHM. Le complexe a une taille de cristallite de 33 nm, ce qui suggère que les complexes sont dans une phase nanocristalline.
Figure 4. Modèles XRD du complexe Pt (II).
La surface du complexe Pt (II) a été examinée au SEM [81, 82, 83]. SEM est une méthode simple qui indique la structure de la surface du complexe préparé. SEM analyse la surface du complexe montrant des particules de taille petite à moyenne qui ont tendance à s'agglomérer de différentes manières par rapport aux matières premières. L'image MEB du complexe (figure 5 ) montre que les particules de Pt (II) sont de taille sphérique. Les particules de Pt (II) sont bien visibles dans tout le complexe comme la présence de petits grains de l'ordre du nanomètre. De plus, EDX [81, 82, 83] a été utilisé pour l'analyse élémentaire sur différentes tailles de nanoparticules du complexe (Figure 6 ). Les résultats obtenus par EDX ont indiqué qu'il y avait des pics de platine, de carbone, d'oxygène et d'azote et que chaque ion métallique pour le complexe de base de Schiff formé était distribué de manière homogène.
Figure 5. Image SEM du complexe Pt (II).
Figure 6. Analyse EDX du complexe Pt (II).
Les valeurs de TG-DTA du complexe sont données dans le tableau 5 . Trois étapes de décomposition sont obtenues dans la plage de température de 25 à 900? ° C. La première décomposition dans la plage de 25 à 200? ° C correspond à la perte de 0,4%, qui à son tour correspond à la perte d'éventuelles molécules d'eau. La deuxième décomposition dans la plage de 200 à 500? ° C est la décomposition du composant organique (46,6%). La plage de température de 500 à 1000? ° C conduit à la formation d'oxyde de platine (PtO, 53,4%) sous forme de résidu. Ces résultats indiquent que le complexe présente une bonne compatibilité avec la structure proposée. À la suite de l'analyse thermique, des conclusions qualitatives peuvent être tirées sur la stabilité du complexe.

3.1. Etude de solution

La méthode la plus couramment utilisée pour déterminer la stabilité d'un complexe Pt (II) dans un milieu physiologique est une étude de spectre électronique basée sur le temps du complexe dans un tampon physiologique de référence (50 mM phosphate, 4 mM NaCl, pH 7,4) [84, 85, 86, 87, 88, 89]. Le complexe est peu soluble dans l'eau, mais sa solubilité est assez élevée dans les solvants organiques tels que CHCl 3, CH 3 OH et DMF. Par conséquent, la stabilité du complexe Pt (II) dissous dans une quantité minimale de CH 3 OH, suivie d'une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), donnant une concentration finale du complexe 10 -3 M à température ambiante a été évalué à l'aide d'un spectrophotomètre UV-visible. Sur la figure 7, les transitions observées dans la plage de 300 à 450 nm, attribuées aux bandes de transfert de charge ligand à métal, sont stables pendant 18 heures. Ce résultat a montré que le complexe Pt (II) est stable lorsqu'il est dissous dans un tampon physiologique de référence.

3.2. Détermination des conditions optimales

Afin d'évaluer la longueur d'onde pour les réactions, diverses solutions avec des valeurs de pH allant de 1 à 10 de la composition molaire (L1+ L2) avec Pt (II) ont été disposées dans le rapport molaire de 1: 1: 1 (L1+ L2+ Pt2+) et les spectres ont été obtenus à température ambiante. Le complexe a produit une bande d'absorption à ?? = 416 nm. Puisque l'absorbance est devenue stable à des valeurs de pH supérieures à 7 (figure 8 ), la valeur de longueur d'onde ?? = 416 nm et la valeur de pH de 7 ont été choisies [90, 91, 92].

3.3. Composition du complexe Pt (II)

Figure 7. UV – Spectre visible du complexe Pt (II) dans un tampon physiologique à t = 0 (a) et t = 18 heures (b).
Figure 8. L'effet du pH sur l'absorbance.
La méthode de changement perpétuel du rapport molaire [93] et la méthode de Job des variations continues [94, 95] ont été utilisées pour l'examen de la composition du complexe pendant la réaction. Pour la méthode à changement perpétuel du rapport molaire, diverses solutions méthanoliques ont été préparées à des concentrations totales de 2 x 10 -3 M, selon la procédure générale, y compris L1+ L2en présence de Pt (II). Les absorbances ont été enregistrées à 416 nm et le graphique de changement perpétuel (Figure 9 ) a été tracé par rapport à [Pt 2+] / [L1+ L 2] après le réglage d'absorbance nécessaire. Le changement perpétuel a démontré un maximum pour [Pt 2+] / [L1+ L 2] = 1. Pour la méthode de Job, diverses solutions ont été préparées à des concentrations totales de 1 × 10 -3 M selon la procédure générale, y compris (L1+ L2) et Pt (II). Les absorbances ont été enregistrées à 416 nm et le graphique de changement perpétuel (figure 10 ) a été tracé par rapport à [Pt 2+] / ([Pt 2+] + [L1+ L 2]). La méthode de Job des variations continues a produit un maximum pour le complexe et est [Pt 2+] / ([Pt 2+] + [L1 + L 2]) ~ 0,5. Selon les figures 9 et 10, une molécule de L1et une molécule de L2réagissent avec un ion Pt (II).
Figure 9. Détermination du rapport molaire.
Figure 10. La composition du complexe Pt (II).

3.4. Résultats de l'activité antimicrobienne

Les propriétés antimicrobiennes de la 8-hydroxyquinoléine (L2) ont été rapportées dans des études précédentes, L2a été déterminée comme étant un agent antimicrobien très puissant contre S. aureus Gram positif et le champignon C. albicans [29, 30, 31, 32]. Dans cette étude, les activités antimicrobiennes de L1et du complexe Pt (II) ont été évaluées par la méthode de dilution au micro-bouillon et les valeurs CMI ont été calculées. Les activités antimicrobiennes du complexe L1et Pt (II) ont été examinées contre des souches bactériennes et fongiques. Les résultats sont enregistrés dans la figure 11 et le tableau 6. Des études antérieures sur l'activité antimicrobienne de divers complexes Pt (II) indiquent un large spectre d'activité antibactérienne et antifongique. Par rapport aux données sur l'activité antimicrobienne de la littérature précédemment rapportée [96, 97, 98], le complexe Pt (II) a une activité significative contre les souches de S. aureus, L. monocytogenes et C. albicans dans notre étude. Selon nos résultats d'activité antimicrobienne, alors que le complexe obtenu était efficace contre S. aureus, L. monocytogenes et C. albicans à des concentrations de 6,25 µ g / mL, L1a montré une activité antibactérienne modérée contreS. aureus, L. monocytogenes et C. albicans à des concentrations de 12,5, 12,5 et 6,25 µ g / mL, respectivement. À la suite d'expériences antimicrobiennes, le complexe synthétisé montre une activité accrue par rapport à L1et L2. L'activité élevée du complexe Pt (II) peut être due à l'effet de l' ion Pt +2 sur la membrane cellulaire normale. L'activité antibactérienne plus élevée de Pt (II) que L1et L2peut être expliquée par la chélation de L1et L2avec Pt +2 puisque les chélates métalliques présentent à la fois des propriétés polaires et apolaires [99, 100]. Ces propriétés les rendent aptes à la pénétration dans les cellules. La polarité de l'ion métallique est réduite en raison du partage partiel de la charge positive de l'ion métallique avec les groupes donneurs, tels que l'azote et l'oxygène sur L1et L2. La chélation améliore la pénétration du complexe dans les membranes lipidiques en augmentant la délocalisation des électrons p sur tout l'anneau chélaté [101, 102]. Il augmente également la nature lipophile des ions métalliques centraux, conduisant à une liposolubilité à travers la couche lipidique des membranes cellulaires. La lipophilie, qui contrôle la vitesse d'entrée des molécules dans la cellule, est modifiée par coordination. Par conséquent, le complexe Pt (II) obtenu peut devenir plus actif que le L libre1 et L2[103] et peuvent être préférables à d'autres complexes inorganiques de platine (II) en raison de sa grande efficacité dans la prévention des infections.
Figure 11. Les valeurs de viabilité (%) pour L1 (a) et le complexe Pt (II) (b) à différentes concentrations (200–6,25 µ g / mL) pour E. coli, Salmonella thyphimirium, Staphylococcus aureus, Listeria monocytogenes, Bacillus cereus, et Candida albicans ( n = 4) ± SE
Table 6. Données d'activité antimicrobienne pour le complexe L1et Pt (II)

3.5. Résultats de cytotoxicité

Figure 12. Les valeurs de viabilité (%) de L1 (a) et du complexe Pt (II) (b) à différentes concentrations (25–800 µ M) pour le MEF. Les valeurs sont présentées comme les moyennes ( n = 6) ± SE pendant 24 h.
Les complexes de coordination du Pt (II) présentent des propriétés cytotoxiques et antitumorales intéressantes [106, 107, 108, 109, 110, 111, 112]. Auparavant, de nombreuses études rapportaient les propriétés cytotoxiques de la (L2) 8-hydroxyquinoléine [113, 114]. Par conséquent, dans notre étude, les activités cytotoxiques de L1et du complexe Pt (II) ont été déterminées pour les cellules MEF et les cellules cancéreuses Du145 par un test MTT. Les résultats sont présentés dans les figures 12 et 13 . L'IC 50les valeurs dans la gamme nanomolaire (50% d'inhibition) ont été évaluées à partir des courbes dose-réponse. Les valeurs IC 50 du complexe L1et Pt (II) pour le MEF ont été calculées comme> 1000 µ M et> 1000 µ M. Pour le Du145, les valeurs IC 50 de L1et Pt (II) ont été déterminées comme 77 µ M et 41 µ M, respectivement. Selon les résultats de l'analyse, aucune mort n'a été observée dans les cellules MEF à aucune concentration, alors que L1était efficace sur les cellules cancéreuses Du145 à des concentrations de 100, 200, 400 et 800 µM . Le complexe a montré un effet significatif sur les cellules cancéreuses Du145 à 50, 100, 200, 400 et 800 µConcentrations M sur 24 h par rapport à leurs groupes témoins respectifs après 24 h. Ces résultats indiquent que la présence de L1et L2coordonnés avec un centre Pt (II) conduit à l'activation des propriétés cytotoxiques. À la suite de l'analyse, l'activité cytotoxique du complexe Pt (II) est plus active que L1et L2. Dans une étude précédente, A. A. Yadav et al. [115] ont étudié les mécanismes moléculaires de l'activité biologique de l'elesclomol et de ses complexes avec Cu (II), Ni (II) et Pt (II). Dans leur étude, pour le mécanisme de l'activité biologique du complexe métal-élesclomol, ils ont proposé que le métal (II) était sélectivement transporté vers les mitochondries et qu'une réduction enzymatique ou non enzymatique du métal (II) déposé dans les mitochondries donnerait du métal . Ils ont également proposé qu'après la réduction et la dissociation du complexe, l'elesclomol était évacué de la cellule et continuait à transporter plus de métal (II) dans la cellule [116]. Le même résultat peut être suggéré pour le mécanisme de l'activité de cytotoxicité de notre complexe Pt (II).
Figure 13. Les valeurs de viabilité (%) de L1 (a) et du complexe Pt (II) (b) à différentes concentrations (25–800 µ M) pour Du145. Les valeurs sont présentées comme les moyennes ( n = 6) ± SE pendant 24 h.

3.6. Résultats d'activité antioxydante

Les radicaux libres, qui sont inclus dans le processus de peroxydation lipidique, sont considérés comme jouant un rôle majeur en médecine. Un composé ayant un pouvoir réducteur de radicaux peut servir d'antioxydant potentiel. Les antioxydants sont des piégeurs de radicaux libres qui peuvent prévenir, protéger ou réduire l'extension des dommages oxydatifs. Le test DPPH (2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl) [117, 118, 119, 120, 121] est couramment utilisé pour évaluer la capacité des composés à agir comme des piégeurs de radicaux libres ou des donneurs d'hydrogène, et pour évaluer l'activité antioxydante. Le test DPPH est réalisé rapidement et facilement avec le spectrophotomètre UV-Visible, ce qui explique l'utilisation répandue dans les études sur les antioxydants. DPPH est un radical azoté stable, qui ne ressemble pas aux radicaux peroxyles transitoires dans la peroxydation lipidique. De nombreux antioxydants qui réagissent rapidement avec les radicaux peroxyle peuvent réagir lentement avec le DPPH ou être inefficaces sur le DPPH en raison de l'encombrement stérique. L'effet des antioxydants sur le piégeage des radicaux DPPH est dû à la capacité de don d'hydrogène ou à l'activité de piégeage des radicaux des échantillons [122]. Une solution de DPPH fraîchement préparée présente une couleur pourpre foncé avec une absorption maximale à 517 nm en raison du radical libre DPPH. Cette couleur violette disparaît généralement lorsqu'elle réagit avec un antioxydant qui peut donner des électrons au radical DPPH et DPPH se transforme en un composé jaune stable (DPPH – H) [100, 117]. Par conséquent, les molécules antioxydantes peuvent éteindre les radicaux libres DPPH, conduisant à une diminution de l'absorbance à 517 nm. La réaction de piégeage entre DPPH et un antioxydant (H – D) est illustrée ci-dessous,

Des antioxydants plus puissants peuvent réduire rapidement l'absorbance. La valeur IC 50, définie comme la concentration de l'échantillon entraînant une réduction de 50% de la concentration de DPPH, est calculée à partir de la régression linéaire des graphiques de concentration des composés testés par rapport au pourcentage moyen d'activité antioxydante [123, 124]. Plus la valeur IC 50 est basse, plus l'activité antioxydante des échantillons testés est élevée. Les activités antioxydantes de , L2et le complexe Pt (II) ont été évalués en utilisant la méthode de piégeage des radicaux DPPH à différentes concentrations. A titre de comparaison, l'hydroxytoluène butylé (BHT) a été utilisé comme étalon. Les résultats antioxydants de L1, L2et du complexe Pt (II) sont présentés sur la figure 14 et le tableau 7 . Les valeurs de CI 50 de L1, L2et du complexe Pt (II) ont été calculées comme 3,2, 3,6 et 2,3 µ M, respectivement. L'activité antioxydante a été augmentée de manière significative en raison de l'effet de retrait d'électrons de l' ion Pt 2+, qui facilite la libération d'hydrogène pour réduire le radical DPPH [125]. Le complexe a également montré un piégeage significatif des radicaux libres lorsqu'il a été testé contre DPPH. En conséquence, il a été déterminé que l'activité antioxydante de L1et L2était améliorée lors de la complexation avec l' ion Pt2+. Comparé aux données d'antioxydants précédemment rapportées, le complexe Pt (II) synthétisé a montré une activité antioxydante significative. En conséquence, le complexe Pt obtenu en tant qu'antioxydant peut inhiber l'oxydation des lipides ou d'autres molécules en empêchant les réactions oxydatives en chaîne à de faibles concentrations. Ainsi, il peut empêcher les dommages causés aux cellules du corps par l'oxygène [100, 126]. De plus, il peut protéger le corps humain contre les dommages des espèces réactives de l'oxygène produites au cours des fonctions cellulaires normales du corps et impliquées dans l'étiopathogenèse de nombreuses maladies chroniques [127].

Figure 14. Pourcentage d'activité antioxydante des ligands libres et du complexe Pt (II) ( n = 2) ± SE
Table 7. Valeurs IC 50 ( µ M) de l'activité antioxydante des ligands libres et du complexe Pt (II)

4. Conclusion

Dans ce travail, nous avons étudié la synthèse et l'analyse spectrale d'un complexe Pt (II) d'une base de Schiff (L1) dérivée de la L-phénylalanine et du furfuraldéhyde en présence de 8-hydroxyquinoléine (L2). Selon les résultats d'analyses physico-chimiques, spectrophotométriques et thermiques, de petits décalages de l'analyse spectrale sont observés dans le complexe Pt (II) et la réaction de L1et L2en présence de Pt (II) est une réaction complexe. Une molécule de L1et une molécule de L 2réagir avec une molécule d'ion Pt (II). Le complexe est actif contre certaines des souches bactériennes et fongiques choisies. Selon les résultats des tests, les activités antimicrobiennes du complexe augmentent par rapport aux activités antimicrobiennes des ligands libres. L1et le complexe Pt (II) présentent une forte inhibition de la croissance cellulaire contre les cellules cancéreuses Du145 avec un test MTT impliquant qu'ils induisent l'apoptose dans ces cellules cancéreuses. Considérant que L1est efficace sur les cellules cancéreuses DU145 à 100, 200, 400, et 800 µ concentrations de M, la montre complexes d' effet significatif sur les cellules cancéreuses DU145 à 50, 100, 200, 400 et 800 µConcentrations M sur 24 h par rapport aux groupes témoins respectifs après 24 h. Les ligands libres et le complexe Pt (II) ont également une activité antioxydante significative. En conséquence, les résultats de l'activité antioxydante montrent que le complexe est efficace pour empêcher la formation du radical DPPH. Cette activité est expliquée par la théorie de la chélation. De plus, les valeurs de CI 50 observées dans la cytotoxicité et les activités antioxydantes indiquent que le complexe synthétisé présente des propriétés différentielles et sélectives.

Remerciements

Cette étude a été soutenue financièrement par l'Université Trakya, Research Fund (TUBAP, projet # 2016/250). Nous (Prof Özlen ALTUN et étudiant en recherche Melike Özge KOÇER) confirmons que «l'Université de Trakya» n'a fourni un soutien financier que dans le cadre du projet pour les produits chimiques dans le manuscrit et nous déclarons que le soutien reçu n'a conduit à aucun conflit d'intérêts concernant la publication de ce manuscrit. Il n'est pas nécessaire d'obtenir la confirmation de l'Université de Trakya pour publier ce manuscrit.

Données supplémentaires

Des informations complémentaires pour cet article sont disponibles sur le site Web de la revue sous https://doi.org/10.5802/crchim.9 ou auprès de l'auteur. Les détails expérimentaux et les protocoles de randomisation sont fournis.

Bibliographie

  1. Z. Cimerman; S. Miljanic; N. Galic Croat. Chem. Acta Volume 73 (2000), pp. 81-95
  2. S. H. Rahaman; H. Chowdhury; D. Bose; R. Ghosh; C. H. Hung; B. K. Ghosh Polyhedron Volume 24 (2005), pp. 1755-1763
  3. Z. H. Chohan; M. Arif; M. Sarfraz Appl. Organomet. Chem. Volume 21 (2007), pp. 294-302
  4. Y. Li; Z. Y. Yang; T. R. Li Synthesis, Chem. Pharm. Bull. Volume 56 (2008), pp. 1528-1534
  5. I. Sakiyan; R. Özdemir; H. Ögütçü Synth. React. Inorg. M. Volume 44 (2014), pp. 417-423
  6. A. S. Gaballa; M. S. Asker; A. S. Barakat; S. M. Teleb Spectrochim. Acta part A Volume 67 (2006), pp. 114-121
  7. S. Kumar; D. N. Dhar; P. N. Saxena J. Sci. Ind. Res. India Volume 68 (2009), pp. 181-187
  8. M. S. Suresh; V. Prakash J. Chem. Volume 8 (2011), pp. 1408-1416
  9. G. Nizami; R. Sayyed IOSR J. Appl. Chem. Volume 10 (2017), pp. 40-51
  10. M. R. Gill; J. A. Thomas Chem. Soc. Rev. Volume 41 (2012), pp. 3179-3192
  11. D. C. Carter; J. X. Ho Adv. Protein Chem. Volume 45 (1994), pp. 153-203
  12. X. M. He; D. C. Carter Nature Volume 358 (1992), pp. 209-215
  13. H. Liu; Q. Guo; J. Dong; Q. Wei; H. Zhang; X. Sun; C. Liu; L. Li J. Coord. Chem. Volume 68 (2015), pp. 1040-1053
  14. Q. Wei; J. Dong; P. Zhao; M. Li; F. Cheng; J. Kong; L. Li J. Photochem. Photobiol. B: Biol. Volume 161 (2016), pp. 355-367
  15. P. Zhao; Q. Wei; J. Dong; F. Ding; J. Li; L. Lia J. Coord. Chem. Volume 69 (2016), pp. 2437-2453
  16. H. Liu; L. Li; Q. Guo; J. Dong; J. Li Trans. Met. Chem. Volume 38 (2013), pp. 441-448
  17. Q. Guo; L. Li; J. Dong; H. Liu; T. Xu; J. Li Spectrochim. Acta A Volume 106 (2013), pp. 155-162
  18. S. Zhai; Q. Guo; J. Dong; T. Xu; L. Li Trans. Met. Chem. Volume 39 (2014), pp. 271-280
  19. D. R. Laurence; P. N. Bennett; M. J. Brown Antibacterial drugs, Clinical Pharmacology, Churchill Livingstone, Edinburgh, Scotland, 1997, 211 pages
  20. Z. Guo; P. J. Sadler Angew. Chem. Int. Ed. Volume 38 (1999), pp. 1512-1531
  21. O. E. Offiong; E. Nfor; A. A. Ayi; S. Martelli Trans. Met. Chem. Volume 25 (2000), pp. 369-373
  22. I. Sakiyan; N. Gündüz; T. Gündüz Synth. React. Inorg. M. Volume 31 (2001), pp. 1175-1187
  23. I. Sakiyan Trans. Met. Chem. Volume 32 (2007), pp. 131-135
  24. B. R. James Adv. Organomet. Chem. Volume 17 (1979), pp. 319-405
  25. F. R. Hartley Chem. Rev. Volume 69 (1969), pp. 799-844
  26. P. M. Henry Palladium Oxidation of Hydrocarbons Catalyzed, D. Reidel Publishing Campany, Dordrecht, Holland, 1979, 41 pages
  27. D. E. Webster Adv. Organomet. Chem. Volume 15 (1977), pp. 147-188
  28. C. Rimbu; R. Danac; A. Pui Chem. Pharm. Bull. Volume 62 (2014), pp. 12-15
  29. R. Mladenova; M. Ignatova; N. Manolova; T. Petrova; I. Rashkov Eur. Poly. J. Volume 38 (2002), pp. 989-999
  30. S. S. Patil; G. A. Thakur; M. M. Shaikh (Int. Sch. Res. Network, ISRN Pharmaceutics (2011) p. 1-6)
  31. V. Prachayasittikul; S. Prachayasittikul; S. Ruchirawat; V. Prachayasittikul Drug Des. Dev. Ther. Volume 7 (2013), pp. 1157-1178
  32. S. Srisung; T. Suksrichavalit; S. Prachayasittikul; S. Ruchirawat; V. Prachayasittikul Int. J. Pharm. Volume 9 (2013), pp. 170-175
  33. Clinical and Laboratory Standards Institute Reference Method for Broth Dilution Antifungal Susceptibility Testing of Yeasts: Approved Standard M27-A2, CLSI, Wayne, PA, 2002
  34. I. Kobayashi; H. Muraoka; T. Saika; M. Nishida; T. Fujioka; M. Nasu J. Med. Microbiol. Volume 53 (2004), pp. 403-406
  35. I. Wiegand; K. Hilpert; R. E. W. Hancock Nat. Protoc. Volume 3 (2008), pp. 163-175
  36. E. G. Kaya; H. Özbilge; S. Albayrak ANKEM Volume 23 (2009), pp. 110-114
  37. Clinical and Laboratory Standards Institute Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing, 15th Informational Supplement. CLSI Document M100-S22, CLSI, PA, 2012
  38. E. Kaya; H. Ozbilge Turk. J. Med. Sci. Volume 42 (2012), pp. 325-328
  39. M. V. Blagosklonny; A. B. Pardee Cancer Res. Volume 61 (2001), pp. 4301-4305
  40. L. Giovagnini; L. Ronconi; D. Aldinucci; D. Lorenzon; S. Sitran; D. Fregona J. Med. Chem. Volume 48 (2005), pp. 1588-1595
  41. R. Kim; M. Emi; K. Tanabe Cancer Chemoth. Pharm. Volume 57 (2006), pp. 545-553
  42. P. Z. Lu; C. Y. Lai; W. H. Chan Int. J. Mol. Sci. Volume 9 (2008), pp. 698-718
  43. S. H. Liu; C. Chen; R. S. Yang; Y. P. Yen; Y. T. Yang; C. Tsai J. Orthop. Res. Volume 29 (2011), pp. 954-960
  44. O. Doganlar; Z. B. Doganlar Biomed. Res. Volume 27 (2016), pp. 268-278
  45. T. Mossman J. Immunol. Volume 65 (1983), pp. 55-63
  46. S. Sathiyaraj; R. J. Butcher; C. Jayabalakrishnan J. Mol. Struct. Volume 1030 (2012), pp. 95-103
  47. M. S. Blois Nature Volume 181 (1958), p. 1199-1200
  48. K. Shimada; K. Fujikawa; K. Yahara; T. Nakamura J. Agric. Food Chem. Volume 40 (1992), pp. 945-948
  49. B. Tanti; A. K. Buragohain; L. Guring; D. Kakati; A. K. Das; S. P. Borah Indian J. Nat. Prod. Resour. Volume 1 (2010), pp. 17-21
  50. A. Choudhary; R. Sharma; M. Nagar; M. Mohsin; H. S. Meena J. Chil. Chem. Soc. Volume 56 (2011), pp. 911-917
  51. O. A. El-Gammal; M. M. Mostafa Spectrochim. Acta Part A Volume 127 (2014), pp. 530-542
  52. P. Kavitha; K. L. Reddy Arab. J. Chem. Volume 9 (2016), pp. 640-648
  53. W. J. Geary Coord. Chem. Rev. Volume 7 (1971), pp. 81-122
  54. S. F. A. Kettle Coordination Compounds, Thomas Nelson, London, 1975
  55. J. R. Dyer Application of Absorption Spectroscopy of Organic Compounds, Prentice-Hall, New Jersey, 1965
  56. O. Siimann; J. Fresco J. Am. Chem. Soc. Volume 92 (1970), pp. 2652-2656
  57. A. B. P. Lever Inorganic Electronic Spectroscopy, Elsevier, New York, 1984
  58. R. K. Agarwal; S. Prasad Turk. J. Chem. Volume 29 (2005), pp. 289-298
  59. S. S. Ezzat Rafidain J. Sci. Volume 19 (2008), pp. 42-47
  60. J. G. Kang; D. H. Cho; C. Park; S. K. Kang; I. T. Kim; S. W. Lee; H. H. Lee; Y. N. Lee; D. W. Lim; S. J. Lee; S. H. Kim; Y. J. Bae Bull. Korean Chem. Soc. Volume 29 (2008), pp. 599-603
  61. S. M. S. Jambi; S. S. Kandil J. Mater. Environ. Sci. Volume 3 (2012), pp. 591-604
  62. K. Nakamato; V. Morimoto; A. E. Martelli J. Am. Chem. Soc. Volume 83 (1961), pp. 4528-4532
  63. J. B. Lambert; H. F. Shurwell; L. Verbit; R. G. Cooks; G. H. Stout Organic Structural Analysis, Mac Millan, New York, 1976
  64. G. Socrates Infrared Characterization Group Frequencies, John Wiley, New York, 1980
  65. K. Nakamato Infrared and Raman Spectra of Inorganic and Coordination Compounds, John Wiley and Sons, New York, 1986
  66. M. S. Islam; M. S. Ahmed; S. C. Pal; Y. Reza; S. Jesmin Indian J. Chem. Volume 34 A (1995), pp. 816-818
  67. K. Nakamato Infrared and Raman Spectra of Inorganic and Coordination Compounds, John Wiley, New York, 1997
  68. I. T. Ahmed; A. A. A. Boraei J. Chem. Eng. Data Volume 43 (1998), pp. 459-464
  69. M. A. El-Gahami; Z. A. Khafagy; A. M. M. Ali; N. M. Ismail; J. Inorg Organomet. Polym. Volume 14 (2004), pp. 117-129
  70. S. Katayama; Y. Akahori; H. Mori Chem. Pharm. Bull. Volume 21 (1973), pp. 2622-2626
  71. A. A. Fomichev; Y. S. Ryabokobylko; A. V. Kessenikh; A. Ataev; B. V. Parusnikov; I. A. Krasavin; V. M. Dziomko Chem. Heterocycl. Com. Volume 13 (1977), p. 996-997
  72. L. Jin; I. Sakiyan; N. S. Gonzales; D. Lane; S. Cherala Inorg. Chim. Acta Part A Volume 423 (2014), pp. 72-78
  73. P. G. Jones Chemistry in Britain Volume 17 (1981), pp. 222-225
  74. P. Van Der Sluis; A. M. F. Hezemans; J. Kroon J. Appl. Crystallogr. Volume 22 (1989), pp. 340-344
  75. M. Zhang; Y. Li; Z. Yan; J. Jing; J. Xie; M. Chen Electrochim. Acta Volume 158 (2015), pp. 81-88
  76. C. S. Dilip; V. Thangaraj; A. P. Raj Arab. J. Chem. Volume 9 (2016), p. S731-S742
  77. M. D. Udayagiri; N. G. Yernale; B. H. M. Mruthyunjayaswamy Int. J. Pharm. Pharm. Sci. Volume 8 (2016), pp. 344-351
  78. M. A. Salem; E. A. Bakr; H. G. El-Attar Spectrochim. Acta Part A Volume 188 (2018), pp. 155-163
  79. B. E. Warren X-ray Diffraction, Dover, New York, 1990
  80. D. Arish; M. S. Nair Arab. J. Chem. Volume 5 (2012), pp. 179-186
  81. A. H. Atta; A. I. El-Shenawy; M. S. Refat; K. M. Elsabawy J. Mol. Struct. Volume 1039 (2013), pp. 51-60
  82. S. P. Velammal; T. A. Devi1; T. P. Amaladhas J. Nanostruct. Chem. Volume 6 (2016), pp. 247-260
  83. F. A. Al-Saif Int. J. Electrochem. Sci. Volume 9 (2014), pp. 398-417
  84. M. V. Lokhande Int. J. Curr. Res. Chem. Pharm. Sci. Volume 2 (2015), pp. 89-98
  85. H. F. G. Barbosa; M. Attjioui; A. P. G. Ferreira; E. R. Dockal; N. E. El Gueddari; B. M. Moerschbacher; E. T. G. Cavalheiro Molecules Volume 22 (2017), pp. 1-19
  86. H. B. Pedersen; J. Josephsen; G. Kerszman Chem. Biol. Interact. Volume 54 (1985), pp. 1-8
  87. S. Carotti; A. Guerri; T. Mazzei; L. Messori; E. Mini; P. Orioli Inorg. Chim. Acta Volume 281 (1998), pp. 90-94
  88. F. Abbate; P. Orioli; B. Bruni; G. Marcon; L. Messori Inorg. Chim. Acta Volume 311 (2000), pp. 1-5
  89. A. Casini; M. C. Diawara; R. Scopelliti; S. M. Zakeeruddin; M. Gratzel; P. J. Dyson Dalton Trans. Volume 39 (2010), pp. 2239-2245
  90. V. Amani; A. Abedi; S. Ghabeshi; H. R. Khavasi; S. M. Hosseini; N. Safari Polyhedron Volume 79 (2014), pp. 104-115
  91. H. C. Chen; D. G. H. Hetterscheid; R. M. Williams; J. I. Van Der Vlugt; J. N. H. Reek; A. M. Brouwer Energy Environ. Sci. Volume 8 (2015), pp. 975-982
  92. O. Altun; H. Akbas; E. Dolen Spectrochim. Acta Part A Volume 66 (2007), pp. 499-502
  93. O. Altun; S. Bilcen Spectrochim. Acta Part A Volume 75 (2010), pp. 789-793
  94. O. Altun; M. Suozer J. Mol. Struct. Volume 1149 (2017), pp. 307-314
  95. A. S. Meyer; G. H. Ayres J. Am. Chem. Soc. Volume 79 (1957), pp. 49-53
  96. P. Job Ann. Chim. Volume 9 (1928), pp. 113-203
  97. P. Job Ann. Chim. Volume 6 (1936), pp. 97-105
  98. N. R. Filipovic; I. Markovic; D. Mitic; N. Polovic; M. Milcic; M. Dulovic; M. Jovanovic; M. Savic; M. Niksic; K. Andelkovic; T. Todorovic J. Biochem. Mol. Toxicol. Volume 28 (2014), pp. 99-110
  99. A. A. S. Al-Hamdani; A. M. Balkhi; A. Falah; S. A. Shaker J. Chil. Chem. Soc. Volume 60 (2015), pp. 2774-2785
  100. E. Pahontu; C. Paraschivescu; D. C. Ilies; D. Poirier; C. Oprean; V. Paunescu; A. Gulea; T. Rosu; O. Bratu Molecules Volume 21 (2016), p. 674-1-18
  101. R. S. Joseyphus; M. S. Nair Mycobiology Volume 36 (2008), pp. 93-98
  102. I. P. Ejidike; P. A. Ajibade Molecules Volume 20 (2015), pp. 9788-9802
  103. T. D. Thangadurai; K. Natarajan Trans. Met. Chem. Volume 26 (2001), pp. 500-504
  104. M. A. Neelakantan; S. S. Marriappan; J. Dharmaraja; T. Jeyakumar; K. Muthukumaran Spectrochim. Acta A Volume 71 (2008), pp. 628-635
  105. N. Farrell Coord. Chem. Rev. Volume 252 (2007), pp. 1-31
  106. W. Hernandez; J. Paz; A. Vaisberg; E. Spodine; R. Richter; L. Beyer Bioinorg. Chem. Appl. Volume 10 (2008), pp. 1-9
  107. A. Bakalova; R. Buyukliev; G. Momekov; D. Ivanov J. Chem. Technol. Metall. Volume 48 (2013), pp. 631-636
  108. L. J. Li; C. Wang; C. Tian; X. Y. Yangi; X. X. Hua; J. L. Du Res. Chem. Intermediat. Volume 39 (2013), pp. 733-746
  109. V. Volarevic; J. M. Vujic; M. Milovanovic; T. Kanjevac; A. Volarevic; S. R. Trifunovic; N. Arsenijevic J. BUON Volume 18 (2013), pp. 131-137
  110. J. Pranczk; D. Jacewicz; D. Wyrzykowski; L. Chmurzynski Curr. Pharm. Anal. Volume 10 (2014), pp. 2-9
  111. K. A. Abu-Safieh; A. S. Abu-Surrah; H. D. Tabba; H. A. Al-Masri; R. M. Bawadi; F. M. Boudjelal; L. H. Tahtamouni J. Chem. (2016), pp. 1-7
  112. V. Simic; S. Kolarevic; I. Brceski; D. Jeremic; B. Vukovic-Gacic Turk. J. Biol. Volume 40 (2016), pp. 661-669
  113. A. Y. Shen; S. N. Wu; C. T. Chiu J. Pharm. Pharmacol. Volume 51 (1999), pp. 543-548
  114. A. Y. Shen; C. P. Chen; S. Rofffler Life Sci. Volume 64 (1999), pp. 813-825
  115. A. A. Yadav; D. Patel; X. Wu; B. B. Hasinoff J. Inorg. Biochem. Volume 126 (2013), pp. 1-6
  116. M. Nagai; N. H. Vo; L. S. Ogawa; D. Chimmanamada; T. Inoue; J. Chu; B. C. Beaudette-Zlatanova; R. Lu; R. K. Blackman; J. Barsoum; K. Koya; Y. Wada Free Radic. Biol. Med. Volume 52 (2012), pp. 2142-2150
  117. H. N. Elena; C. T. Miron; P. Gabriela; H. Mihaela; C. Titus; B. T. Alexandru Int. J. Mol. Sci. Volume 7 (2006), pp. 130-143
  118. S. Medhe; P. Bansal; M. M. Srivastava Appl. Nanosci. Volume 4 (2014), pp. 153-161
  119. V. Sanna; N. Pala; G. Dessì; P. Manconi; A. Mariani; S. Dedola; M. Rassu; C. Crosio; C. Iaccarino; M. Sechi Int. J. Nanomed. Volume 9 (2014), pp. 4935-4951
  120. K. Saritha; U. Saraswathi World J. Pharm. Sci. Volume 2 (2014), pp. 1545-1551
  121. I. P. Ejidike; P. A. Ajibade Bioinorg. Chem. Appl. (2015), pp. 1-9
  122. P. Arulpriya; P. Lalitha; S. Hemalatha Merr. Der Chem. Sin. Volume 1 (2010), pp. 73-79
  123. V. Saritha; R. K. Anilakumar; F. Khanum Int. J. Pharm. Biol. Arch. Volume 1 (2010), pp. 376-384
  124. N. Neelofar; N. Ali; A. Khan; S. Amir; N. A. Khan; M. Bilal Bull. Chem. Soc. Ethiopia Volume 31 (2017), pp. 445-456
  125. S. Tetteh; D. K. Dodoo; R. Appiah-Opong; I. Tuffour J. Inorg. Chem. (2014), pp. 1-7
  126. S. Tachakittirungrod; S. Okonogi; S. Chowwanapoon-pohn Food Chem. Volume 103 (2007), pp. 381-388
  127. D. L. Madhavi; S. S. Deshpande; D. K. Salunkhe Food Antioxidants: Technological, Toxicological, Health Perspective, Marcel Dekker, New York, 1996